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23.1: Regolazione genica: batterica - Biologia

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Esempi di regolazione genica batterica

Questa sezione descrive due esempi di regolazione trascrizionale nei batteri. Prestate attenzione in classe, nelle discussioni e nelle guide di studio per estensioni di queste idee e usatele per spiegare i meccanismi regolatori usati per regolare altri geni.

Esempi di regolazione genica in E. coli

Il DNA di batteri e archaea è solitamente organizzato in uno o più cromosomi circolari nel citoplasma. Il denso aggregato di DNA che può essere visto nelle micrografie elettroniche è chiamato nucleoide. Nei batteri e negli archei, i geni, la cui espressione deve essere strettamente coordinata (ad esempio i geni che codificano per proteine ​​che sono coinvolte nella stessa via biochimica) sono spesso raggruppati insieme nel genoma. Quando l'espressione di più geni è controllata dallo stesso promotore e viene prodotto un singolo trascritto, queste unità di espressione vengono chiamate operoni. Ad esempio, nel batterio Escherschia coli tutti i geni necessari per utilizzare il lattosio sono codificati uno accanto all'altro nel genoma. Questa disposizione è chiamata lattosio (o lacca) operone. Succede spesso nei batteri e negli archaea che quasi il 50% di tutti i geni è codificato in operoni di due o più geni.

Il ruolo del promotore

Il primo livello di controllo dell'espressione genica è presso il promotore stesso. Alcuni promotori reclutano l'RNA polimerasi e trasformano gli eventi di legame DNA-proteina in trascritti in modo più efficiente rispetto ad altri promotori. Questa proprietà intrinseca di un promotore, la sua capacità di produrre trascrizione a una velocità particolare, viene definita forza del promotore. Più forte è il promotore, più RNA viene prodotto in un dato periodo di tempo. La forza del promotore può essere "sintonizzata" dalla Natura in passaggi molto piccoli o molto grandi modificando la sequenza nucleotidica del promotore (ad esempio mutando il promotore). Ciò si traduce in famiglie di promotori con diversi punti di forza che possono essere utilizzati per controllare il tasso massimo di espressione genica per determinati geni.

Connessione universitaria UC Davis:

Un gruppo di studenti della UC Davis interessati alla biologia sintetica ha utilizzato questa idea per creare librerie di promotori sintetici per l'ingegneria dei microbi come parte del loro progetto di design per il concorso iGEM del 2011.

Esempio #1: Trp Operone

Logica per la regolazione della biosintesi del triptofano

E. coli, come tutti gli organismi, ha bisogno di sintetizzare o consumare aminoacidi per sopravvivere. L'aminoacido triptofano è uno di questi amminoacidi. e. colipuò importare il triptofano dall'ambiente (mangiando ciò che può raccogliere dal mondo circostante) o sintetizzare il triptofano de novo utilizzando enzimi codificati da cinque geni. Questi cinque geni sono codificati uno accanto all'altro nel E. coli genoma in quello che viene chiamato triptofano (trp) operone (Figura sotto). Se il triptofano è presente nell'ambiente, allora E. coli non ha bisogno di sintetizzarlo e l'interruttore controlla l'attivazione dei geni nel trp l'operone è spento. Tuttavia, quando la disponibilità di triptofano ambientale è bassa, l'interruttore che controlla l'operone viene attivato, viene avviata la trascrizione, i geni vengono espressi e il triptofano viene sintetizzato. Vedere la figura e i paragrafi seguenti per una spiegazione meccanicistica.

Organizzazione del trp operone

Cinque regioni genomiche che codificano per gli enzimi di biosintesi del triptofano sono disposte in sequenza sul cromosoma e sono sotto il controllo di un singolo promotore: sono organizzate in un operone. Appena prima che la regione di codifica sia il sito di inizio della trascrizione. Questa è, come suggerisce il nome, la posizione in cui la RNA polimerasi inizia una nuova trascrizione. La sequenza del promotore è più a monte del sito di inizio della trascrizione.

Tra il promotore e il primo è codificata anche una sequenza di DNA chiamata "operatore". trp gene codificante. Questo operatore è la sequenza di DNA a cui si legherà la proteina del fattore di trascrizione.

Qualche dettaglio in più sui siti di legame TF

Va notato che l'uso del termine "operatore" è limitato a pochi sistemi regolatori e si riferisce quasi sempre al sito di legame per un fattore di trascrizione ad azione negativa. Concettualmente ciò che devi ricordare è che ci sono siti sul DNA che interagiscono con le proteine ​​regolatrici consentendo loro di svolgere la loro funzione appropriata (ad esempio reprimere o attivare la trascrizione). Questo tema sarà ripetuto universalmente in tutta la biologia, sia che si usi o meno il termine "operatore".

Inoltre, mentre gli esempi specifici che verranno mostrati illustrano i siti di legame TF nelle loro posizioni note, queste posizioni non sono universali per tutti i sistemi. I siti di legame del fattore di trascrizione possono variare nella posizione rispetto al promotore. Ci sono alcuni modelli (ad esempio i regolatori positivi sono spesso a monte del promotore e i regolatori negativi si legano a valle), ma queste generalizzazioni non sono vere per tutti i casi. Ancora una volta, la cosa fondamentale da ricordare è che i fattori di trascrizione (sia positivi che negativi) hanno siti di legame con i quali interagiscono per aiutare a regolare l'inizio della trascrizione da parte dell'RNA polimerasi.

I cinque geni necessari per sintetizzare il triptofano in E. coli si trovano uno accanto all'altro nell'operone trp. Quando il triptofano è abbondante, due molecole di triptofano si legano al fattore di trascrizione e consentono al complesso TF-triptofano di legarsi alla sequenza dell'operatore. Ciò impedisce fisicamente alla RNA polimerasi di trascrivere i geni di biosintesi del triptofano. Quando il triptofano è assente, il fattore di trascrizione non si lega all'operatore ei geni vengono trascritti.
Attribuzione: Marc T. Facciotti (opera propria)

Regolamento del trp operone

Quando il triptofano è presente nella cellula: due molecole di triptofano si legano al trp proteina repressiva. Quando il triptofano si lega al fattore di trascrizione provoca un cambiamento conformazionale nella proteina che ora consente al complesso TF-triptofano di legarsi al trp sequenza di operatori. Il legame del complesso triptofano-repressore all'operatore impedisce fisicamente alla RNA polimerasi di legarsi e di trascrivere i geni a valle. Quando il triptofano non è presente nella cellula, il fattore di trascrizione non si lega all'operatore; quindi, la trascrizione procede, i geni di utilizzo del triptofano vengono trascritti e tradotti e il triptofano viene così sintetizzato.

Poiché il fattore di trascrizione si lega attivamente all'operatore per mantenere i geni spenti, il trp si dice che l'operone sia "regolato negativamente" e le proteine ​​che si legano all'operatore si zittiscano trp espressione sono regolatori negativi.

Discussione suggerita

Ritieni che i livelli di espressione costitutiva della trp gli operoni sono alti o bassi? Come mai?

Discussione sui suggerimenti

Supponiamo che la natura abbia adottato un approccio diverso alla regolazione dell'operone trp. Progettare un metodo per regolare l'espressione dell'operone trp con un regolatore positivo invece di un regolatore negativo. (suggerimento: facciamo sempre questo tipo di domande agli esami)

Link esterno

Guarda questo video per saperne di più su trp operone.

Esempio #2: Il lacca operone

Razionale per studiare il lacca operone

In questo esempio, esaminiamo la regolazione dei geni che codificano per proteine ​​il cui ruolo fisiologico è quello di importare e assimilare il disaccaride lattosio, il lacca operone. La storia del regolamento di lacca l'operone è un esempio comune utilizzato in molte lezioni introduttive di biologia per illustrare i principi di base della regolazione genica inducibile. Scegliamo di descrivere questo esempio per secondo perché è, a nostro avviso, più complicato dell'esempio precedente che coinvolge l'attività di un singolo fattore di trascrizione che agisce negativamente. Al contrario, la regolamentazione del lacca l'operone è, a nostro avviso, un meraviglioso esempio di come l'attività coordinata di regolatori sia positivi che negativi attorno allo stesso promotore può essere utilizzata per integrare più fonti diverse di informazioni cellulari per regolare l'espressione dei geni.

Durante questo esempio, tieni presente l'ultimo punto. Per molti istruttori Bis2a è più importante che tu impari il lacca operone storia e principi guida di quanto non sia per te memorizzare la tabella logica presentata di seguito. Quando questo è il caso, l'istruttore di solito farà un punto per farti sapere. Questi istruttori spesso NON includono deliberatamente domande d'esame sul lacca operone. Piuttosto ti metteranno alla prova se hai compreso i principi fondamentali alla base dei meccanismi regolatori che studi usando l'esempio dell'operone lac. Se non è chiaro cosa vuole l'istruttore, dovresti chiedere.

L'utilizzo del lattosio

Il lattosio è un disaccaride composto dagli esosi glucosio e galattosio. Si trova comunemente in grande abbondanza nel latte e in alcuni prodotti lattiero-caseari. Come si può immaginare, il disaccaride può essere un alimento importante per i microbi che sono in grado di utilizzare i suoi due esosi. coli è in grado di utilizzare più zuccheri diversi come fonti di energia e carbonio, tra cui il lattosio e il lacca operone è una struttura che codifica i geni necessari per acquisire ed elaborare il lattosio dall'ambiente locale. Il lattosio, tuttavia, non è stato riscontrato frequentemente da E. coli durante la sua evoluzione e quindi i geni della lacca l'operone deve essere tipicamente represso (cioè "spento") quando il lattosio è assente. Guidare la trascrizione di questi geni quando il lattosio è assente sprecherebbe preziosa energia cellulare. Al contrario, quando è presente il lattosio, avrebbe senso logico che i geni responsabili dell'utilizzo dello zucchero fossero espressi (cioè "accesi"). Finora la storia è molto simile a quella dell'operone triptofano descritto sopra.

Tuttavia, c'è un problema. Gli esperimenti condotti negli anni '50 da Jacob e Monod hanno dimostrato chiaramente che E. coli preferisce utilizzare tutto il glucosio presente nell'ambiente prima che inizi ad utilizzare il lattosio. Ciò significa che il meccanismo utilizzato per decidere se esprimere o meno i geni di utilizzo del lattosio deve essere in grado di integrare due tipi di informazioni (1) la concentrazione di glucosio e (2) la concentrazione di lattosio. Sebbene ciò possa teoricamente essere realizzato in diversi modi, esamineremo come il lacca l'operone esegue ciò utilizzando più fattori di trascrizione.

I regolatori trascrizionali della lacca operone

Il lacca repressore - un sensore diretto di lattosio

Come notato, il lacca l'operone normalmente ha un output trascrizionale molto basso o nullo in assenza di lattosio. Ciò è dovuto a due fattori: (1) la forza del promotore costitutivo dell'operone è relativamente bassa e (2) la presenza costante della proteina repressore LacI influenza negativamente la trascrizione. Questa proteina si lega al sito dell'operatore vicino al promotore e impedisce alla RNA polimerasi di trascrivere il lacca geni dell'operone. Al contrario, se il lattosio è presente, il lattosio si legherà alla proteina LacI, inducendo un cambiamento conformazionale che impedisce al complesso LacI-lattosio di legarsi ai suoi siti di legame. Pertanto, quando il lattosio è presente, il LacI regolatorio negativo non è legato al suo sito di legame e la trascrizione dei geni che utilizzano il lattosio può procedere.

Proteina CAP - un sensore indiretto di glucosio

In E. coli, quando i livelli di glucosio scendono, la piccola molecola AMP ciclico (cAMP) comincia ad accumularsi nella cellula. Il cAMP è una molecola di segnalazione comune che è coinvolta nel metabolismo del glucosio e dell'energia in molti organismi. Quando i livelli di glucosio diminuiscono nella cellula, le crescenti concentrazioni di cAMP consentono a questo composto di legarsi al regolatore trascrizionale positivo chiamato proteina attivatore dei cataboliti (CAP) - indicato anche come CRP. Il complesso cAMP-CAP ha molti siti situati in tutto il E. coli genoma e molti di questi siti si trovano vicino ai promotori di molti operoni che controllano la lavorazione di vari zuccheri.

Nel lacca operone, il sito di legame cAMP-CAP si trova a monte del promotore. Il legame di cAMP-CAP al DNA aiuta a reclutare e trattenere l'RNA polimerasi al promotore. L'aumento dell'occupazione di RNA polimerasi al suo promotore, a sua volta, si traduce in un aumento della produzione trascrizionale. In questo caso la proteina CAP agisce da regolatore positivo.

Si noti che il complesso CAP-cAMP può, in altri operoni, agire anche come regolatore negativo a seconda di dove si trova il sito di legame per il complesso CAP-cAMP rispetto al sito di legame della RNA polimerasi.

Mettere tutto insieme: indurre l'espressione del lac operon

Per il lacca per essere attivato, devono essere soddisfatte due condizioni. Innanzitutto, il livello di glucosio deve essere molto basso o inesistente. Secondo, il lattosio deve essere presente. Solo quando il glucosio è assente e il lattosio è presente il lacca operone da trascrivere. Quando questa condizione è raggiunta il complesso LacI-lattosio dissocia il regolatore negativo vicino al promotore, liberando la RNA polimerasi per trascrivere i geni dell'operone. Inoltre, livelli elevati di cAMP (indicativi indirettamente di basso livello di glucosio) innescano la formazione del complesso CAP-cAMP. Questa coppia TF-induttore ora si lega vicino al promotore e agisce per reclutare positivamente l'RNA polimerasi. Questa ulteriore influenza positiva aumenta la produzione trascrizionale e il lattosio può essere utilizzato in modo efficiente. L'output meccanicistico di altre combinazioni di condizioni binarie di glucosio e lattosio è descritto nella tabella sottostante e nella figura che segue.

Tavola della verità per Lac Operon

La trascrizione dell'operone lac è attentamente regolata in modo che la sua espressione avvenga solo quando il glucosio è limitato ed è presente il lattosio per fungere da fonte di combustibile alternativa.
Attribuzione: Marc T. Facciotti (opera propria)
Segnali che inducono o reprimono la trascrizione del lacca operone
GlucosioPAC si legaLattosioIl repressore si legaTrascrizione
+--+No
+-+-Alcuni
-+-+No
-++-

Una visione più sfumata della funzione lac repressore

La descrizione della funzione del repressore lac descrive correttamente la logica del meccanismo di controllo utilizzato attorno al promotore lac. Tuttavia, la descrizione molecolare dei siti di legame è un po' troppo semplificata. In realtà il repressore lac ha tre siti di legame simili, ma non identici, chiamati Operatore 1, Operatore 2 e Operatore 3. L'operatore 1 è molto vicino al sito di inizio della trascrizione (indicato con +1). L'operatore 2 si trova a circa +400nt nella regione codificante della proteina LacZ. L'operatore 3 si trova circa -80nt prima del sito di inizio della trascrizione (appena "fuori" dal sito di legame della CAP).

La regione regolatoria dell'operone lac raffigurante il promotore, tre operatori lac e il sito di legame della CAP. La regione codificante per la proteina Lac Z è anche mostrata rispetto alle sequenze dell'operatore. Si noti che due degli operatori si trovano nella regione di codifica delle proteine: ci sono più tipi diversi di informazioni codificate contemporaneamente nel DNA.
Attribuzione: Marc T. Facciotti (opera propria)

Il tetramero lac repressore (blu) raffigurava il legame di due operatori su un filamento di DNA ad anello (arancione).
Attribuzione: Marc T. Facciotti (opera propria) - Adattato da Goodsell (https://pdb101.rcsb.org/motm/39)


Regolazione genica nei procarioti | Genetica

La regolazione genica si riferisce al controllo della velocità o del modo in cui un gene viene espresso. In altre parole, la regolazione genica è il processo mediante il quale la cellula determina (attraverso interazioni tra DNA, RNA, proteine ​​e altre sostanze) quando e dove verranno attivati ​​i geni e quanto prodotto genico verrà prodotto.

Pertanto, l'espressione genica è controllata da un complesso di numerosi geni regolatori e proteine ​​regolatorie. La regolazione genica è stata studiata sia nei procarioti che negli eucarioti. Nei procarioti, il modello operonico della regolazione genica è ampiamente accettato.

Questo modello di regolazione genica è stato proposto da Jacob e Monod nel 1961 per il quale hanno ricevuto il premio Nobel nel 1965. L'operone si riferisce a un gruppo di geni strettamente collegati che insieme codificano per vari enzimi di una particolare via biochimica.

In altre parole, l'operone è un'unità di espressione e regolazione genica batterica, compresi i geni strutturali e gli elementi di controllo nel DNA riconosciuti dal prodotto o dai geni regolatori. Quindi l'operone è un modello che spiega in modo sistematico il meccanismo on-off della sintesi proteica. I punti principali del modello operonico di regolazione genica sono presentati di seguito.

(i) Sviluppato da:

Nei procarioti, il modello di regolazione genica dell'operone è stato sviluppato da Jacob e Monod nel 1961 per il quale hanno ricevuto il premio Nobel nel 1965. Ora questo modello di regolazione genica è ampiamente accettato.

(ii) Organismo utilizzato:

Il modello dell'operone è stato sviluppato lavorando con la regione del lattosio [regione lac] dei batteri dell'intestino umano E. coli. La regolazione genica è stata studiata per la degradazione dello zucchero lattosio.

(iii) Geni coinvolti:

Nel modello dell'operone di regolazione genica, quattro tipi di geni vale a dire:

(iv) Sono coinvolti geni regolatori.

Inoltre, sono coinvolte anche molecole repressore, co-repressore e induttore.

(IV) Enzimi coinvolti:

Quattro tipi di enzimi sono coinvolti nella regolazione genica dei procarioti. Questi sono beta-galattosidasi, galattosidasi permeasi, transacetilasi e RNA polimerasi. La beta-galattosidasi catalizza la scomposizione del lattosio in glucosio e galattosio.

La permeasi della galattosidasi consente l'ingresso del lattosio dal mezzo nella cellula batterica. L'enzima transacetilasi trasferisce un gruppo acetile dall'acetil coenzima A alla beta galattosidasi. L'enzima mRNA polimerasi controlla on-off della trascrizione.

Tipi di operone nella regolazione genica:

Nei procarioti, gli operoni sono di due tipi, cioè inducibili e reprimibili. L'esempio di un operone inducibile è l'operone del lattosio, che contiene geni che codificano per enzimi responsabili del metabolismo del lattosio. Un esempio di operone reprimibile è l'operone Trp, che codifica per gli enzimi responsabili della sintesi dell'aminoacido triptofano (trp in breve).

A. Operone inducibile:

Un enzima la cui produzione è potenziata dall'aggiunta del substrato nel terreno di coltura è chiamato enzima inducibile e tale sistema è chiamato sistema inducibile. L'esempio di un operone inducibile è l'operone del lattosio, che contiene geni che codificano per enzimi responsabili del metabolismo del lattosio.

Nei batteri, l'operone si riferisce a un gruppo di geni strettamente collegati che agiscono insieme e codificano per i vari enzimi di una particolare via biochimica.

Il modello di lac operon di E. coli assomiglia a questo:

Ci sono tre geni strutturali dell'operone lac, cioè lac Z, lac Y e lac A. La funzione principale dei geni strutturali è quella di controllare la sintesi proteica attraverso l'RNA messaggero. La funzione di questi geni è la seguente.

Codifica l'enzima beta-galattosidasi, che catalizza la scomposizione del lattosio in glucosio e galattosio.

Codifica per l'enzima galattosidasi permeasi, che consente l'ingresso di lattosio dal mezzo nella cellula batterica.

Codifica per l'enzima transacetilasi, che trasferisce un gruppo acetile dall'acetil coenzima A alla beta galattosidasi.

I suddetti tre geni strutturali geni sono sotto il controllo del gene promotore [designato P]. Nel promotore, l'RNA polimerasi si lega al DNA e si prepara ad iniziare la trascrizione. La funzione principale del gene promotore è quella di avviare la trascrizione di mRNS.

L'altro elemento normativo in un operone è l'operatore (designato O). Questo è l'elemento che determina se i geni dell'operone vengono trascritti o meno. La funzione principale del gene operatore è controllare la funzione dei geni strutturali.

Questo è designato come I. È espresso tutto il tempo, o costitutivamente e svolge un ruolo importante nella funzione dell'operone. Questo è il gene lac I, che codifica per una proteina chiamata lac repressore. Il repressore lac ha due domini o regioni funzionali: uno che si lega al DNA della regione dell'operatore e uno che si lega al lattosio.

Quando il repressore si lega all'operatore, impedisce alla RNA polimerasi di avanzare lungo l'operone e la trascrizione non avviene. La regolazione dell'operone dipende dalla regolazione se il repressore si lega o meno all'operatore. La funzione del gene regolatore è quella di dirigere la sintesi del repressore, una molecola proteica. La sua funzione differisce in presenza e assenza di lattosio come discusso di seguito.

Quando il lattosio è assente:

Quando il lattosio è assente nell'ambiente, gli eventi si svolgono in questo modo. Il gene lac I viene trascritto [costitutivamente cioè continuamente] e l'mRNA viene tradotto, producendo il repressore lac. Il repressore si lega all'operatore e blocca l'RNA polimerasi.

Quando l'RNA polimerasi è bloccata, non c'è trascrizione. Quindi gli enzimi per il metabolismo del lattosio non vengono sintetizzati, perché non c'è lattosio da metabolizzare. Pertanto, quando il lattosio è assente, gli enzimi che metabolizzano il lattosio non vengono prodotti.

Quando c'è il lattosio:

Quando il lattosio è presente nell'ambiente, gli eventi si verificano in modo diverso. Una piccola quantità di lattosio entra nella cellula e influenza la regolazione dell'operone. Il lac repressore è ancora sintetizzato. Il repressore può legarsi al lattosio.

Dopo essersi legato al lattosio, il repressore subisce un cambiamento conformazionale (cambiamento di forma). Le molecole che cambiano forma quando si legano ad un'altra molecola sono chiamate molecole allosteriche. Con questa modifica, il repressore lac non è in grado di legarsi alla regione dell'operatore. Quindi l'RNA polimerasi non è bloccata ed è in grado di trascrivere i geni dell'operone.

Vengono prodotti gli enzimi codificati da quei geni. La lac permeasi trasporta più lattosio nella cellula e la beta-galattosidasi scinde il lattosio in glucosio e galattosio. Questo può essere ulteriormente metabolizzato da altri enzimi, producendo energia per la cellula.

Il lattosio, quindi, è in grado di indurre la sintesi degli enzimi necessari al suo metabolismo (impedendo l'azione del repressore). Come tale, il lattosio è l'induttore dell'operone lac. Pertanto, quando il lattosio è assente, gli enzimi che metabolizzano il lattosio non vengono prodotti e quando è presente il lattosio, vengono prodotti quegli enzimi.

Mutazioni del Lac Operon:

Le mutazioni possono influenzare la regolazione dell'operone lac in diversi modi come indicato di seguito:

(i) Mutazione del gene lac I in modo tale che il repressore codificato non si leghi più al lattosio. In questo caso, il repressore si legherebbe all'operatore indipendentemente dalla presenza o assenza di lattosio, e l'operone non verrebbe mai trascritto ad alti livelli.

(ii) Mutazione del gene lac I in modo tale che il repressore non si leghi più all'operatore. In questo caso, l'operone non verrebbe mai represso e la trascrizione verrebbe eseguita continuamente. Questo è noto come trascrizione costitutiva.

(iii) Mutazione nella regione dell'operatore in modo tale che il repressore di tipo selvatico non la riconosca (il repressore riconosce la specifica sequenza di DNA della legione dell'operatore): In questo caso, non ci sarà legame del repressore alla operatore e la trascrizione continuerà ininterrottamente.

Repressione dei cataboliti:

L'espressione del lac operone può essere regolata anche in un altro modo. Il glucosio è preferibile al lattosio come fonte di energia. Quindi se il glucosio è presente nell'ambiente, la trascrizione è ridotta o l'operone lac è down-regolato.

La trascrizione dell'operone lac richiede un'altra proteina, chiamata proteina attivatore dei cataboliti (CAP in breve). Questa proteina CAP si lega al promotore lac e migliora la trascrizione. Ma si verifica solo dopo che la CAP si lega a una piccola molecola chiamata AMP ciclico (cAMP).

Senza cAMP, CAP non si legherà al promotore e non si verificherà alcuna trascrizione. Negli esempi precedenti che coinvolgono l'operone lac, possiamo assumere che cAMP fosse presente e che il complesso CAP-cAMP fosse legato al promotore.

Il cAMP è prodotto da un enzima chiamato adenil-ciclasi. In presenza di glucosio nell'ambiente, l'adenil-ciclasi viene inibita e la produzione di cAMP diminuisce. Quindi non c'è cAMP da legare a CAP. In questa situazione, la CAP non si legherà al promotore lac e non avviene alcuna trascrizione lac.

In questo modo il batterio non produce enzimi per il metabolismo del lattosio quando non sono necessari a causa della presenza di glucosio. La beta-galattosidasi scinde il lattosio in glucosio e galattosio. Quando una quantità sufficiente di lattosio è stata metabolizzata, il glucosio (uno dei prodotti) si accumula e provoca la repressione dell'operone lac.

Meriti del modello dell'operone nella regolazione genica:

1. È un modello molto semplice ma informativo di regolazione genica nei procarioti.

2. È un modello molto ben compreso di regolazione genica nei procarioti.

3. Questo modello si basa su risultati empirici ed è stato studiato su diversi procarioti.

4. Questo modello è di due tipi, vale a dire:

B. Operone reprimibile:

Una molecola proteica che impedisce la trascrizione è chiamata repressore e il processo di inibizione della trascrizione è chiamato repressione. Gli operoni reprimibili sono regolati dal prodotto finale della via metabolica e non da un reagente nella via metabolica (come il lattosio in lac operone).

Un esempio di operone reprimibile è l'operone Trp. Questo codifica per gli enzimi responsabili della sintesi dell'aminoacido triptofano (trp in breve). L'operone trp è regolato da trp, che è il prodotto della via metabolica.

Nell'operone trp, il repressore trp si lega all'operatore solo quando è presente trp (opposto al repressore lac). Il repressore si lega a trp e subisce un cambiamento conformazionale [cambiamento di forma]. Questo cambiamento di forma gli permette di legarsi all'operatore, bloccando la trascrizione. Poiché il trp è necessario per la repressione, in questo sistema viene indicato come un co-repressore (al contrario del lattosio che è un induttore).

Quando trp è assente, il repressore non si legherà all'operatore e avviene la trascrizione. Quindi, se c'è un sacco di trp intorno [e non è necessario altro], la trascrizione è bloccata. Se non c'è trp intorno [deve essere sintetizzato], avviene la trascrizione. In altre parole, consente la produzione degli enzimi per la sintesi del trp.

Gli operoni reprimibili sono organizzati più o meno allo stesso modo degli operoni inducibili: ci sono geni strutturali sotto il controllo di un promotore e di un operatore, e c'è un gene che codifica per un repressore.

La mutazione influenzerà la regolazione genica come segue:

(i) mutazione nel gene del repressore in modo tale che non si leghi più a trp Quando il repressore non si lega a trp, non ci sarà alcun cambiamento nella sua struttura e non si legherà con l'operatore e si verificherà la trascrizione.

(ii) mutazione nel gene repressore in modo tale che non si leghi più al repressore: in tale situazione avrà luogo la trascrizione.

(iii) mutazione nell'operatore in modo tale che non si leghi più al repressore: in tale situazione si verificherà anche la trascrizione.

Meccanismo di regolazione genica:

Il meccanismo di regolazione genica è di due tipi, vale a dire:

(1) Regolamento negativo, e

Il meccanismo di regolazione genica nell'operone di E. coli e nell'operone del triptofano è discusso di seguito:

1. Controllo negativo:

Il primo interruttore nell'operone lac di E. coli è la proteina repressore. Nel controllo negativo, la trascrizione è controllata dalla proteina repressore, che è una proteina allosterica. La proteina repressore si lega alla regione dell'operatore e impedisce la trascrizione. Impedisce la trascrizione bloccando la RNA polimerasi. Pertanto, quando il repressore è legato all'operatore, la trascrizione viene disattivata.

Quindi l'interruttore on-off della sintesi proteica è governato dalla posizione libera o occupata del gene operatore. Quando l'operatore è libero, la trascrizione avrà luogo e quando il gene dell'operatore è bloccato, la trascrizione è impedita. Se è presente un isomero del lattosio [allolaptose], si legherà alla proteina repressore e cambierà la sua forma. Il repressore modificato non si lega all'operatore e quindi consente la trascrizione.

2. Controllo positivo:

Il secondo interruttore nell'operone lac di E. coli è la proteina attivatore dei cataboliti [CAP]. La CAP è una proteina allosterica. La CAP si lega al DNA e a una piccola molecola chiamata adenosina monofosfato ciclico [cAMP], la CAP si lega solo alla regione del promotore e stimola la trascrizione quando il cAMP si lega al sito allosterico.

La concentrazione di cAMP è controllata dalle concentrazioni di ATP. L'ATP basso porta a cAMP alto e l'ATP alto porta a cAMP basso. Se E. coli cresce con il glucosio, ci sarà un [ATP] alto e un [cAMP] basso, Se non è presente glucosio, ci sarà un [ATP] basso e un [cAMP] alto

In assenza di glucosio, [cAMP] è alto, si lega alla CAP che si lega alla regione del promotore e stimola la trascrizione. Se è presente glucosio, [cAMP] è basso. non si lega a CAP che non può legarsi al promotore e non consente la trascrizione.

Triptofano Operone:

L'operone triptofano [in breve trp operone] è regolato da trp, che è il prodotto della via metabolica. L'operone trp contiene geni che producono 5 enzimi nella via biosintetica per la produzione dell'aminoacido triptofano.

Nell'operone trp, il controllo negativo è associato a una proteina repressore. Tuttavia, la proteina repressore si lega al gene dell'operatore solo quando un effettore allosterico è legato ad esso. Il triptofano è un effettore allosterico, che è chiamato co-repressore anche nell'operone trp, la trascrizione è controllata dalla posizione libera o occupata del repressore.

Se la proteina repressore non si lega al gene dell'operatore, avrà luogo la trascrizione. Se il triptofano è presente, non è necessario sintetizzare gli enzimi. In tale situazione il triptofano si lega alla proteina repressore ed entrambi [trp e repressore] si legano al gene operatore impedendo la trascrizione. Quando trp è assente, il repressore non si legherà all'operatore e avrà luogo la trascrizione.

Nel controllo negativo, la proteina repressore lega il DNA e interrompe la trascrizione. Nel controllo positivo, la proteina attivatore lega il DNA e stimola la trascrizione. Nel sistema inducibile, l'effettore allosterico si lega e rilascia la proteina repressore dal DNA con conseguente trascrizione. Nel sistema reprimibile, l'effettore allosterico si lega e fa sì che la proteina repressore si leghi al DNA impedendo la trascrizione.


Regolazione della funzione della proteina RecA batterica

La proteina RecA è una ricombinasi che opera nella riparazione ricombinante del DNA nei batteri. RecA è regolamentato a molti livelli. L'espressione del gene recA è regolata all'interno della risposta SOS. L'attività della stessa proteina RecA è autoregolata dal proprio C-terminale. RecA è anche regolato dall'azione di altre proteine. Ad oggi, questi includono le proteine ​​RecF, RecO, RecR, DinI, RecX, RdgC, PsiB e UvrD. La proteina SSB influenza anche indirettamente la funzione RecA competendo per i siti di legame ssDNA. RecO e RecR, e forse le proteine ​​RecF, facilitano il caricamento di RecA su ssDNA rivestito con SSB. La proteina RecX blocca l'estensione del filamento RecA e può avere altri effetti sull'attività di RecA. La proteina DinI stabilizza i filamenti RecA. La proteina RdgC si lega al dsDNA e blocca l'accesso di RecA al dsDNA. La proteina PsiB, codificata dai plasmidi F, non è caratterizzata, ma può in qualche modo inibire RecA. L'elicasi UvrD rimuove i filamenti RecA da RecA. Tutte queste proteine ​​funzionano in una rete che determina dove e come funziona RecA. Potrebbero rimanere altre proteine ​​regolatrici da scoprire. È probabile che l'elaborato modello normativo venga ripreso per gli omologhi RecA negli archei e negli eucarioti.


23.1: Regolazione genica: batterica - Biologia

A differenza di altri organismi più complessi, i batteri sono in contatto diretto con il loro ambiente. Improvvise variazioni di temperatura, disponibilità di nutrienti o pH possono essere fatali e i batteri hanno sviluppato meccanismi di adattamento che consentono loro di sopravvivere a queste condizioni in continua evoluzione. Ciò che consente ai batteri di adattarsi alle pressioni selettive è la loro capacità di esprimere molto rapidamente proteine ​​ed enzimi che possono fornire rapidamente protezione contro il duro ambiente esterno. Le proteine ​​sono codificate da geni (DNA) nel cromosoma. I geni vengono trascritti in RNA messaggeri (mRNA), che vengono poi letti e tradotti dai ribosomi, che sono ribonucleoproteine ​​che decodificano i messaggi dell'RNA. Insieme a questo processo a più fasi, ci sono alcuni geni che in realtà non codificano per una proteina. Piuttosto producono molecole di RNA non codificanti funzionali che svolgono vari ruoli essenziali nella cellula. Alcuni RNA non codificanti, ad esempio, agiscono come potenti regolatori dell'espressione genica.

I piccoli RNA (sRNA) hanno il ruolo unico di riprogrammare l'espressione genica e reindirizzare il metabolismo in risposta all'ambiente. Il meccanismo principale con cui l'sRNA regola l'espressione genica è l'interazione diretta con un mRNA, interferendo con o, in alcuni casi, facilitando il processo di sintesi proteica. La regolazione negativa si verifica quando un sRNA induce la degradazione dell'mRNA e/o interferisce con il meccanismo di traduzione. D'altra parte, la regolazione positiva si verifica quando un sRNA stabilizza un mRNA e/o facilita l'inizio della traduzione. In tal modo, gli sRNA riprogrammano l'espressione genica e reindirizzano il metabolismo in risposta all'ambiente.

Sebbene in precedenza si ritenesse che gli sRNA presentassero caratteristiche generali comuni come la loro piccola lunghezza o la loro natura non codificante, nuove prove suggeriscono che gli sRNA sono più versatili del previsto. Alcuni sRNA codificano anche brevi peptidi regolatori e, contrariamente a quanto si pensava in precedenza, gli sRNA non sempre hanno origine da geni indipendenti.

Il professor Eric Massé e la studentessa di dottorato Marie-Claude Carrier dell'Università di Sherbrooke, in Canada, mirano a decifrare le complesse reti regolatorie che esistono tra gli sRNA batterici ei loro bersagli. Una migliore comprensione di queste reti consentirà agli scienziati di far luce su come i batteri sopravvivono alle condizioni extracellulari più difficili.

Quando il predatore diventa preda: il ruolo delle “spugne” di sRNA

Un singolo sRNA può regolare un numero considerevole di mRNA bersaglio, fungendo da ponte tra i vari metabolismo cellulare. Quasi un decennio fa, nel tentativo di identificare obiettivi di mRNA in modo rapido e affidabile, il Massé Lab ha combinato la purificazione dell'affinità dell'RNA e il sequenziamento dell'RNA in un'unica tecnica chiamata MAPS, acronimo di MS2 Affinity Purification (accoppiato a RNA) Sequencing. Ciò consente l'identificazione dell'intero genoma di un interactoma di sRNA nelle cellule batteriche.

Il microbioma intestinale è un importante fattore di rischio per il cancro del colon. luce di cristallo/Shutterstock.com

Un tema ricorrente nel Massé Lab è la comprensione del ruolo di un sRNA, chiamato RyhB, nella risposta alla fame di ferro. MAPS è stato eseguito sull'sRNA RyhB e ha portato a una delle scoperte più interessanti del Massé Lab: un nuovo tipo di RNA regolatori in Escherichia coli. Il team è stato in grado di identificare il ruolo di un frammento derivante da una molecola di RNA di trasferimento. Il frammento di tRNA (tRF) agisce come una spugna di sRNA: interagisce con l'sRNA di RyhB e lo sequestra per impedirne l'azione. In una svolta sorprendente, il predatore diventa la preda mentre RyhB viene degradato a seguito della sua interazione con il tRF. In questo caso, il tRF stabilisce una soglia di concentrazione che RyhB deve superare prima che possano essere rilevati eventi regolatori. La necessità del tRF è spiegata dal fatto che anche se RyhB è essenziale durante la carenza di ferro, la sua espressione non viene mai completamente interrotta, anche quando è disponibile molto ferro. Se le molecole di RyhB risultanti non fossero spugnate, regolerebbero i loro bersagli anche quando il ferro è disponibile, diminuendo l'idoneità batterica. Ad esempio, RyhB indesiderato aumenta la sensibilità batterica a un tipo di antibiotici naturali chiamati colicine.

Una delle scoperte più interessanti del Massé Lab è l'identificazione di un nuovo tipo di RNA regolatori in E. coli.

Navigare nel web sRNA: studi in corso

Le prime ricerche sull'sRNA hanno mostrato che la maggior parte delle interazioni con i loro bersagli ha portato a effetti regolatori molto forti. Tuttavia, la regolazione dell'sRNA non è esclusivamente del tipo "tutto o niente". I membri del team di Massé Lab stanno attualmente lavorando per identificare sottili eventi regolatori che sono alla base dell'adattamento batterico.

Come accennato, un gruppo di persone sta dirigendo i propri sforzi nella comprensione dell'estesa rete che circonda RyhB, espressa nella risposta alla fame di ferro. Altri membri del laboratorio stanno studiando come gli sRNA sono coinvolti nella sopravvivenza allo stress ossidativo e come gli sRNA coordinano la divisione cellulare. La dottoranda Marie-Claude Carrier è particolarmente interessata a come E. coli si adatta a diverse fasi di crescita, in particolare studiando nuovi meccanismi regolatori mediante i quali gli sRNA modulano l'espressione dei trasportatori di membrana.

I ricercatori mirano a decifrare le complesse reti regolatorie che esistono tra gli sRNA batterici ei loro bersagli.

Direzioni future nello studio degli sRNA

Il prof Massé e gli altri membri del laboratorio stanno attualmente conducendo studi sul modello di batterio non patogeno Escherichia coli K-12. In futuro, e con l'aiuto dei collaboratori del Prof Massé, il team mira a studiare l'importanza degli eventi regolatori sottili dell'sRNA nei batteri patogeni. Il team spera di svelare gli intricati meccanismi molecolari alla base della modulazione della patogenicità sRNA-dipendente e di capire come gli sRNA interagiscono con i processi metabolici per coordinare le risposte cellulari ai cambiamenti delle condizioni ambientali.

Verso nuove frontiere dello screening oncologico: la ricerca sul microbioma

Il cancro del colon-retto (CRC) è la terza causa più comune di mortalità per cancro nel mondo. Mentre il CRC è in gran parte prevenibile rimuovendo i polipi intestinali, c'è un drammatico declino della sopravvivenza dopo l'instaurazione del tumore. Questo è il motivo per cui la diagnosi precoce e la rimozione dei polipi nella fase precancerosa è fondamentale per la sopravvivenza del paziente. Un comune test di screening per polipi e tumori è il test del sangue occulto nelle feci a base immunochimica (iFOBT), che consiste nella rilevazione del sangue nelle feci del paziente. Tuttavia, questo test non è specifico e porta a molte procedure invasive non essenziali. Recenti studi hanno dimostrato che il microbioma, batteri che vivono nell'intestino umano, è emerso come un importante fattore di rischio per il cancro del colon. I batteri possono favorire direttamente la tumorigenesi interagendo con il sistema immunitario.

Il team del Massé Lab ha osservato differenze significative nella composizione batterica intestinale che potrebbero essere causate esclusivamente dalla presenza di sangue nelle feci. Più precisamente, hanno identificato 4 specie batteriche la cui abbondanza aumentava in presenza di sangue e 8 specie che mostravano una diminuzione dell'abbondanza nei pazienti con sangue nelle feci.

Il team ha pubblicato questi risultati in un recente documento (2020) in cui si conclude che in assenza di malattia, il sangue nelle feci ha una grande influenza sulla composizione del microbioma. Ciò suggerisce che il sangue stesso dovrebbe essere preso in considerazione quando si studiano le firme del microbioma delle malattie intestinali.

Tenendo conto di ciò, il team condurrà ulteriori studi con l'obiettivo di stabilire il microbioma come biomarcatore per il cancro del colon-retto, compreso lo stadio di polipo precanceroso. Lo studio prevede l'uso di screening ospedalieri per CRC combinati con strumenti bioinformatici per migliorare la previsione della maggior parte dei pazienti a rischio. Il Massé Lab spera di offrire una solida metodologia per la diagnosi del CRC e mira ad aumentare notevolmente la qualità della prevenzione del CRC per i pazienti che partecipano agli studi pilota in fase iniziale.

Negli organismi eucarioti, la regolazione basata sull'RNA è un importante determinante dell'espressione genica, proprio come nelle cellule batteriche. I parenti stretti degli sRNA batterici sono chiamati microRNA (miRNA). I meccanismi di spugnatura osservati nei batteri si osservano anche negli eucarioti. Infatti, in questi organismi di maggiore complessità, gli RNA spugna, a volte chiamati inibitori competitivi, sono solitamente molecole di RNA circolari e ospitano più siti di legame per un miRNA, sequestrandoli efficacemente dai loro bersagli mRNA. Attualmente, le spugne sintetiche di RNA sono progettate per studi di miRNA con perdita di funzione. I microRNA sono noti per essere coinvolti in una pletora di patologie umane, come il cancro, le malattie virali, le malattie immuno-correlate e le malattie neurodegenerative. Sempre più prove suggeriscono che le spugne sintetiche di miRNA potrebbero contenere indizi vitali nella lotta contro queste gravi malattie.

  • Chénard, T., Malick, M., Dubé, J. e Massé, E. (2020). L'influenza del sangue sul microbioma intestinale umano. Microbiologia BMC, 20(1), 44.
  • Carrier, M.C., Lalaouna, D. e Massé, E. (2018). Ampliamento della definizione di piccoli RNA batterici: caratteristiche e meccanismi d'azione. Revisione annuale della microbiologia, 72, 141-161.
  • Carrier, M.C., Laliberté, G. e Massé, E. (2018). Identificazione di nuovi bersagli batterici di piccoli RNA utilizzando la purificazione per affinità MS2 accoppiata al sequenziamento dell'RNA. Metodi in biologia molecolare (Clifton, N.J.), 1737, 77-88.
  • Lalaouna, D., Carrier, M.C., Semsey, S., Brouard, J.S., Wang, J., Wade, J.T. e Massé, E. (2015). Un distanziatore trascritto esterno 3' in una trascrizione di tRNA funge da spugna per piccoli RNA per prevenire il rumore trascrizionale. Cellula molecolare, 58(3), 393-405.

Gli obiettivi della ricerca
Il laboratorio Eric Massé sta decifrando i regolamenti basati sull'RNA nei batteri.

  • Consiglio di ricerca in scienze naturali e ingegneria (NSERC)
  • Istituti canadesi di ricerca sanitaria (CIHR)
  • Fonds de Recherche du Québec – Nature et Technologies (FRQNT)
  • Istituti Nazionali di Sanità (NIH)

Collaboratori

  • Jingyi Fei (Dipartimento di Biochimica e Biologia Molecolare, Università di Chicago, Chicago, IL, USA)
  • Charles Dozois (Institut national de recherche scientifique (INRS)-Institut Armand Frappier, Laval, Québec, Canada)
  • Cari Vanderpool (Department of Microbiology, University of Illinois at Urbana-Champaign, Urbana, Illinois, USA)
  • Daniel Lafontaine (Department of Biology, Faculty of Science, RNA Group, University of Sherbrooke, Sherbrooke, Québec, Canada)
  • Emanuele Biondi (Aix Marseille University, CNRS, IMM, LCB, 13009 Marseille, France)
  • Isabelle Laforest-Lapointe (Department of Biology, Faculty of Science, University of Sherbrooke, Sherbrooke, Québec, Canada

Bio
Eric Massé received his PhD from the University of Montreal in 2000. He then completed his post-doctoral training at the National Institutes of Health (Bethesda, MD, USA). In 2004, Prof Massé opened his lab at University of Sherbrooke as an Associate Professor, focusing his research on small regulatory RNAs in bacteria. Since then, he supervised multiple postdocs, PhD, and MSc students and welcomed more than 30 undergraduate trainees.

Marie-Claude Carrier received her BSc in Microbiology from the University of Sherbrooke in 2013. During her BSc studies, she completed more than 12 months of training in Prof Eric Massé’s lab. In 2014, Marie-Claude started her MSc-PhD cursus under Prof Massé’s supervision, during which she participated in multiples studies on bacterial small regulatory RNAs. She plans to obtain her PhD degree in the spring of 2021.

Contatto
Prof Eric Massé
Faculté de Médecine et des Sciences de la santé – Université de Sherbrooke
Département de Biochimie et de Génomique fonctionnelle
Pavillon de Recherche Appliquée sur le Cancer (PRAC)
3201, rue Jean-Mignault
Sherbrooke, Québec, Canada
J1E 4K8

Marie-Claude Carrier
E: [email protected]
T: +1 819 821 8000 ext. 72197
W: researchgate.net/profile/Marie_Claude_Carrier


Cytokine Release Affect

The binding of PRRs with PAMPs triggers the release of cytokines, which signal that a pathogen is present and needs to be destroyed along with any infected cells. UN citochine is a chemical messenger that regulates cell differentiation (form and function), proliferation (production), and gene expression to affect immune responses. At least 40 types of cytokines exist in humans that differ in terms of the cell type that produces them, the cell type that responds to them, and the changes they produce. One type cytokine, interferon, is illustrated in Figure 23.4.

One subclass of cytokines is the interleukin (IL), so named because they mediate interactions between leukocytes (white blood cells). Interleukins are involved in bridging the innate and adaptive immune responses. In addition to being released from cells after PAMP recognition, cytokines are released by the infected cells which bind to nearby uninfected cells and induce those cells to release cytokines, which results in a cytokine burst.

A second class of early-acting cytokines is interferons, which are released by infected cells as a warning to nearby uninfected cells. One of the functions of an interferon is to inhibit viral replication. They also have other important functions, such as tumor surveillance. Interferons work by signaling neighboring uninfected cells to destroy RNA and reduce protein synthesis, signaling neighboring infected cells to undergo apoptosis (programmed cell death), and activating immune cells.

In response to interferons, uninfected cells alter their gene expression, which increases the cells’ resistance to infection. One effect of interferon-induced gene expression is a sharply reduced cellular protein synthesis. Virally infected cells produce more viruses by synthesizing large quantities of viral proteins. Thus, by reducing protein synthesis, a cell becomes resistant to viral infection.

Figure 23.4. Interferons are cytokines that are released by a cell infected with a virus. Response of neighboring cells to interferon helps stem the infection.


Regolazione genica

Cells express (transcribe and translate) only a subset of their genes. Cells respond and adapt to environmental signals by turning on or off expression of appropriate genes. In multicellular organisms, cells in different tissues and organs differenziare, or become specialized by making different sets of proteins, even though all cells in the body (with a couple of exceptions) have the same genome. Such changes in gene expression, or differential gene expression among cells, are most often regulated at the level of transcription.
There are three broad levels of regulating gene expression:

  • transcriptional control (whether and how much a gene is transcribed into mRNA)
  • translational control (whether and how much an mRNA is translated into protein)
  • post-translational control (whether the protein is in an active or inactive form, and whether the protein is stable or degraded)

Based on our shared evolutionary origin, there are many similarities in the ways that prokaryotes and eukaryotes regulate gene expression however, there are also many differences. All three domains of life use positive regulation (turning on gene expression), negative regulation (turning off gene expression), and co-regulation (turning multiple genes on or off together) to control gene expression, but there are some differences in the specifics of how these jobs are carried out between prokaryotes and eukaryotes.

Similarities between prokaryotes and eukaryotes: promoters and regulatory elements

Promotori are sites in the DNA where RNA polymerase binds to initiate transcription. Promoters also contain, or have near them, binding sites for fattori di trascrizione, which are DNA-binding proteins that can either help recruit, or repel, RNA polymerase. UN regulatory element is a DNA sequence that certain transcription factors recognize and bind to in order to recruit or repel RNA polymerase. The promoter along with nearby transcription factor binding elements regulate gene transcription.
Regulatory elements can be used for either positivo e negativo transcriptional control. When a gene is subject to positive transcriptional control, the binding of a specific transcription factor to the regulatory element promotes transcription. When a gene is subject to negative transcriptional control, the binding of a specific transcription factor to a regulator elements represses transcription. A single gene can be subject to both positive and negative transcriptional control by different transcription factors, creating multiple layers of regulation.

Some genes are not subject to regulation: they are constitutively espresso, meaning they are always transcribed. What sorts of genes would you imagine a cell would always need to have on, regardless of the environment or situation?

Differences between prokaryotes and eukaryotes: mechanisms of co-regulation

Often a set of proteins are needed together to respond to a certain stimulus or carry out a certain function (for example, many metabolic pathways). There are often mechanisms to co-regulate such genes such that they are all transcribed in response to the same stimulus. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ways of co-regulating genes, but they use very different mechanisms to accomplish this goal.
In prokaryotes, co-regulated genes are often organized into an operone, where two or more functionally related genes are transcribed together from a single promoter into one long mRNA. This mRNA is translated to make all of the proteins encoded by the genes in the operon. Ribosomes start at the 5′ end, begin translating at the first AUG codon, terminate when they run into a stop codon, and then re-initiate at the next AUG codon.

A generic operon in prokaryotes. R = a regulatory protein (transcription factor) P = promoter Pol = RNA polymerase

With a few exceptions (C. elegans and related nematodes), eukaryotic genomes do not have genes arranged in operons. Instead, eukaryotic genes that are co-regulated tend to have the same DNA regulatory element sequence associated with each gene, even if those genes are located on completely different chromosomes. This means that the same transcriptional activator or repressor can regulate transcription of every single gene that has that particular DNA regulatory element associated with it. For example, eukaryotic HSP (heat shock protein) genes are located on different chromosomes. HSPs help cells survive and recover from heat shock (a type of cellular stress). All HSP genes are transcribed simultaneously in response to heat stress, because they all have a DNA sequence element that binds a heat shock response transcription factor.

Additional complexities specific to eukaryotic gene regulation: chromatin and alternative splicing

Another major difference between prokaryotic gene regulation and eukaryotic gene regulation is that the eukaryotic (but not prokaryotic) DNA double helix is organized around proteins called istoni which organize the DNA into nucleosomes. This combination of DNA + histones is called cromatina.
Chromatin can be condensed in a 30-nm fiber formation (tightly compacted nucleosomes) or loosely arranged as “beads-on-a-string,” where the DNA between and around nucleosomes is more accessible. This compaction is controlled by post-translational modifications which are added to the histones in the nucleosomes. When histones have acetyl groups added to them by enzymes called histone acetyl transferases (HATs), the acetyl groups physically obstruct the nucleosomes from packing too densely and help to recruit other enzymes that further open the chromatin structure. Conversely, when the acetyl groups are removed by histone deacetylases (HDACs), the chromatin assumes a condensed formation that prevents transcription factors from being able to access the DNA. In the image below, you can clearly see how much more compact and inaccessible the 30-nm fiber is (top) compared to the beads-on-a-string formation (bottom).

Chromatin plays a fundamental role in positive and negative gene regulation, because transcriptional activators and RNA polymerase cannot physically access the DNA regulatory elements when chromatin is in a compact form.
Prokaryotic DNA does have some associated proteins that help to organize the genomes, but it is fundamentally different from chromatin prokaryotic DNA can essentially be thought of as ‘naked’ compared to eukaryotic chromatin, so prokaryotic cells lack this layer of gene regulation.
Another difference between prokaryotic and eukaryotic gene regulation is that eukaryotic mRNAs must be properly processed with addition of the 5′ cap, splicing out of introns, and addition of the 3′ poly(A) tail (discussed in more detail here). Each of these processing steps is also subject to regulation, and the mRNA will be degraded if any of them are not properly completed. The export of mRNAs from the nucleus to the cytoplasm is also regulated, as is stability of the properly processed mRNA in the cytoplasm.
Finally, eukaryotic genes often have different splice variants, where different exons can be included in different mRNAs that are transcribed from the same gene. Here you can see a cartoon of a gene with color-coded exons, and two different mRNA molecules transcribed from this gene. The different mRNAs encode for different proteins because they contain different exons. Questo processo si chiama alternative splicing and we will discuss it more here.


Often different types of cells in different tissues express different splice variants of the same gene, such that there is a heart-specific transcript and a kidney-specific transcript of a particular gene.
In general, eukaryotic gene regulation is more complex than prokaryotic gene regulation. The upstream regulatory regions of eukaryotic genes have binding sites for multiple transcription factors, both positive regulators and negative regulators, that work in combination to determine the level of transcription. Some transcription factor binding sites, called enhancers and silencers, work at quite a distance, thousands of base pairs away from the promoter. Activators are examples of positive regulation and repressors are examples of negative regulation.

Eukaryotic transcription initiation, from biology.kenyon.edu (after Tjian)

Overall differences and similarities

If you understand the similarities and differences in eukaryotic and prokaryotic gene regulation, then you know which of the following process are exclusive to eukaryotes, which are exclusive to prokaryotes, which occur in both, and how each is accomplished:

  • coupled transcription and translation
  • 5′ cap and 3′ poly(A) tail
  • AUG as the translation initiation codon
  • regulation of gene expression by proteins binding to DNA regulatory elements
  • alternative mRNA splicing
  • regulation of gene expression through chromatin accessibility

Putting it all together: the lacca operon in E. coli

Il lacca operon is a good model gene for understanding gene regulation. You should use the information below to make sure you can apply all of the details of gene regulation described above to a specific gene model.
E. coli lacca operon: dual positive and negative regulation

lacI is the gene that encodes the lac Repressor protein CAP = catabolite activator protein O = Operator P = promoter lacZ = gene that encodes beta-galactosidase lacY encodes permease lacA encodes transacetylase. Source: Wikimedia Commons (https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Lac_operon-2010-21-01.png)

Il lacca operone di E. coli has 3 structural genes required for metabolism of lactose, a disaccharide found at high levels in milk:

  • lacZ encodes the enzyme beta-galactosidase, which cleaves lactose into glucose and galactose
  • lacY encodes permease, a membrane protein for facilitated diffusion of lactose into the cell
  • lacA encodes transacetylase, an enzyme that modifies lactose

An mRNA encoding all 3 proteins is transcribed at high levels only when lactose is present, and glucose is absent.
Negative regulation by the Repressor – In the absence of lactose, the lac Repressor protein, encoded by the lacI gene with a separate promoter that is always active, binds to the Operator sequence in the DNA. The Operator sequence is a type of DNA regulatory element as described above. Repressor protein bound to the Operator prevents RNA polymerase from initiating transcription.
When lactose is present, an inducer molecule derived from lactose binds allosterically to the Repressor, and causes the Repressor to leave the Operator site. RNA polymerase is then free to initiate transcription, if it successfully binds to the lac promoter.
Positive regulation by CAP – Glucose is the preferred substrate for energy metabolism. When glucose is present, cells transcribe the lacca operon only at very low levels, so the cells obtain most of their energy from glucose metabolism. RNA polymerase by itself binds rather poorly to the lacca promotore.
Glucose starvation causes a rise in the level of cyclic adenosine monophosphate (cAMP), an intracellular alarm signal. Cyclic AMP binds to the catabolite activator protein (CAP). The CAP+cAMP complex binds to the CAP binding site near the lacca promoter and recruits RNA polymerase to the promoter.
High level transcription of the lac operon requires both that CAP+cAMP be bound to the CAP binding site, and that Repressor is absent from the Operator. These conditions normally occur only in the absence of glucose and presence of lactose.

Il lacca operon in E. coli is a classic example of a prokaryotic operon which is subject to both positive and negative regulation. Positive regulation and negative regulation are universal themes for gene regulation in both prokaryotes and eukaryotes.


5. conclusione

Mathematical and computational modeling is often viewed as a specialized task. To facilitate modeling, we automated the development of RBMs, as these types of models show simulation flexibility, a reasonable degree of readability, modularity for integrative modeling and good simulation scalability.

Atlante produces sub-models from genome graphs, and protein–protein, protein–metabolites and protein–DNA interaction and metabolic networks. We developed, in this work, a divide-and-conquer strategy supported by the modularity of RBMs, as it is the pathway for the development of whole-cell models ( Szigeti et al., 2018). The software produces RBMs for the PySB framework ( Lopez et al., 2013) and regole can be added in any order while PySB checks on whether new rules are compatible with the current model. In addition, PySB could export to kappa language and we employed the KaSA software ( Boutillier et al., 2018) to further assess the coherence of the developed RBMs. Simulation of RBMs could be done within PySB and calibration of exported models could be performed with pyBioNetFit ( Mitra et al., 2019, only BNGL models) or Pleione ( Santibáñez et al., 2019, BNGL and kappa models) to compare the reconstructed models with experimental data or available models.

Atlante contrasts with available software because it lacks a graphical interface [e.g. RuleBender ( Smith et al., 2012) and VirtualCell ( Blinov et al., 2017)], although the user could employ Atlante within a Jupyter notebook and use pyViPR ( Ortega and Lopez, 2020) to visualize the model structure. Anche, Atlante relies on the user to obtain formatted data to model interactions, in contrast to INDRA ( Gyori et al., 2017), which can use natural language processing to read information and reconstruct models. In turn, Atlante can model metabolism, transcription and translation, as well as widespread protein–protein interactions found in signaling pathways that INDRA ( Gyori et al., 2017) and KAMI ( Harmer et al., 2019) can model.

Finally, the models and the Atlante software are extensible, for instance, to model cooperative behavior not currently supported. The utilization of the law of mass action for the metabolic network (and other reactions) limits the utility of the resulting RBMs in the current form, but exporting to BNGL or kappa leverages this imposition, as they support mathematical expressions as reaction rates. However, we expect to extend Atlante to consider enzyme–metabolite interactions and describe the detailed mechanisms of enzyme reactions ( Saa and Nielsen, 2017) and allosteric regulations of metabolic activity, as well as to model the assembly of ribosomes ( Davis et al., 2016 Gupta and Culver, 2014 Shajani et al., 2011). Notably, Atlante is already compatible with metabolic and interaction data from eukaryotes and we obtained a model from data for 1991 metabolic reactions of the yeast Saccharomyces cerevisiae from BioCyc. In addition, we expect further interoperability with INDRA models of signaling pathways to model protein modifications, such as phosphorylation and the collaboration from researchers. With collaboration in mind, we shared the developed models in this work at https://github.com/networkbiolab/atlas/tree/master/examples.


23.1: Gene regulation: Bacterial - Biology

The DNA of prokaryotes is organized into a circular chromosome supercoiled in the nucleoid region of the cell cytoplasm. Proteins that are needed for a specific function are encoded together in blocks called operons. For example, all of the genes needed to use lactose as an energy source are coded next to each other in the lactose (or lac) operon.

In prokaryotic cells, there are three types of regulatory molecules that can affect the expression of operons: repressors, activators, and inducers. repressori are proteins that suppress transcription of a gene in response to an external stimulus, whereas activators sono proteine ​​che aumentano la trascrizione di un gene in risposta a uno stimolo esterno. Finalmente, inducers sono piccole molecole che attivano o reprimono la trascrizione a seconda delle esigenze della cellula e della disponibilità del substrato.

Risultati di apprendimento

Understand the basic steps in gene regulation in prokaryotic cells

In bacteria and archaea, structural proteins with related functions—such as the genes that encode the enzymes that catalyze the many steps in a single biochemical pathway—are usually encoded together within the genome in a block called an operone and are transcribed together under the control of a single promotore. This forms a polycistronic transcript (Figure 1). The promoter then has simultaneous control over the regulation of the transcription of these structural genes because they will either all be needed at the same time, or none will be needed.

Figure 1. In prokaryotes, structural genes of related function are often organized together on the genome and transcribed together under the control of a single promoter. The operon’s regulatory region includes both the promoter and the operator. If a repressor binds to the operator, then the structural genes will not be transcribed. Alternatively, activators may bind to the regulatory region, enhancing transcription.

French scientists François Jacob (1920–2013) and Jacques Monod at the Pasteur Institute were the first to show the organization of bacterial genes into operons, through their studies on the lacca operone di E. coli. They found that in E. coli, all of the structural genes that encode enzymes needed to use lactose as an energy source lie next to each other in the lactose (or lacca) operon under the control of a single promoter, the lacca promotore. For this work, they won the Nobel Prize in Physiology or Medicine in 1965.

Each operon includes DNA sequences that influence its own transcription these are located in a region called the regulatory region. The regulatory region includes the promoter and the region surrounding the promoter, to which fattori di trascrizione, proteins encoded by regulatory genes, can bind. Transcription factors influence the binding of RNA polimerasi to the promoter and allow its progression to transcribe structural genes. UN repressor is a transcription factor that suppresses transcription of a gene in response to an external stimulus by binding to a DNA sequence within the regulatory region called the operatore, which is located between the RNA polymerase binding site of the promoter and the transcriptional start site of the first structural gene. Repressor binding physically blocks RNA polymerase from transcribing structural genes. Conversely, an attivatore is a transcription factor that increases the transcription of a gene in response to an external stimulus by facilitating RNA polymerase binding to the promoter. Un inducer, a third type of regulatory molecule, is a small molecule that either activates or represses transcription by interacting with a repressor or an activator.

Other genes in prokaryotic cells are needed all the time. These gene products will be espresso costitutivamente, or turned on continually. Most consitutively expressed genes are “housekeeping” genes responsible for overall maintenance of a cell.


Connessione artistica

Trascrizione del lacca l'operone è attentamente regolato in modo che la sua espressione avvenga solo quando il glucosio è limitato ed è presente il lattosio per servire come fonte di combustibile alternativa.

In E. coli, il trp l'operone è attivo per impostazione predefinita, mentre il lacca l'operone è spento. Perché pensi che sia così?

Se il glucosio è assente, la CAP può legarsi alla sequenza dell'operatore per attivare la trascrizione. Se il lattosio è assente, il repressore si lega all'operatore per impedire la trascrizione. Se uno di questi requisiti è soddisfatto, la trascrizione rimane disattivata. Solo quando entrambe le condizioni sono soddisfatte il lacca operon transcribed (Table).

Signals that Induce or Repress Transcription of the lacca operone
GlucosioCAP bindsLactoseRepressor binds Trascrizione
+--+No
+-+-Alcuni
-+-+No
-++-


The regulation of gene expression in prokaryotic cells occurs at the transcriptional level. There are three ways to control the transcription of an operon: repressive control, activator control, and inducible control. Repressive control, typified by the trp operon, uses proteins bound to the operator sequence to physically prevent the binding of RNA polymerase and the activation of transcription. Therefore, if tryptophan is not needed, the repressor is bound to the operator and transcription remains off. Activator control, typified by the action of CAP, increases the binding ability of RNA polymerase to the promoter when CAP is bound. In this case, low levels of glucose result in the binding of cAMP to CAP. CAP then binds the promoter, which allows RNA polymerase to bind to the promoter better. In the last example—the lacca operon—two conditions must be met to initiate transcription. Glucose must not be present, and lactose must be available for the lacca operon to be transcribed. If glucose is absent, CAP binds to the operator. If lactose is present, the repressor protein does not bind to its operator. Only when both conditions are met will RNA polymerase bind to the promoter to induce transcription.

Figure In E. coli, il trp l'operone è attivo per impostazione predefinita, mentre il lacca l'operone è spento. Why do you think that this is the case?

Figure Tryptophan is an amino acid essential for making proteins, so the cell always needs to have some on hand. However, if plenty of tryptophan is present, it is wasteful to make more, and the expression of the trp receptor is repressed. Lactose, a sugar found in milk, is not always available. It makes no sense to make the enzymes necessary to digest an energy source that is not available, so the lacca operon is only turned on when lactose is present.


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